BRASSINOSTERÓIDES

 

Marco António Teixeira Zullo

Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de Recursos Genéticos Vegetais,

Laboratório de Fitoquímica

Instituto Agronômico,

Caixa Postal 28, 13020-902, Campinas, SP

 

Versão atualizada desta revisão, escrita em meados de 1998, pode ser encontrada em Zullo, M. A. T., & Adam, G., 2002, Brassinosteroid phytohormones – structure, bioactivity and applications, Brazilian Journal of Plant Physiology 14(3): 143-181

 

RESUMO

Brassinosteróides são fitosteróides polioxigenados dotados de pronunciada atividade reguladora de crescimento vegetal. Esta revisão cobre sua ocorrência natural, métodos biológicos e cromatográficos para sua detecção, biossíntese e metabolismo, atividade biológica, relação estrutura-atividade e perspectivas de uso agrícola.

Termos para indexação: brassinolídeo, brassinosteróides.

 

ABSTRACT

Brassinosteroids are polyoxygenated phytosteroids that show pronounced plant growth regulatory activity. This review covers their natural occurence, biological and chromatographic methods for their detection, biosynthesis and metabolism, biological activity, structure-activity relationships and prospectives of agricultural uses.

 

1. Introdução

 

Desde a década de 1930 pesquisadores do Ministério da Agricultura dos Estados Unidos (USDA) verificaram que extratos de pólen promoviam crescimento vegetal (Mandava, 1988). Mais tarde, Mitchell e colaboradores mostraram que extratos de sementes imaturas de feijão promoviam o crescimento do primeiro internódio de feijoeiro (Mitchell et al., 1951).

Na década de 1960 o Ministério da Agricultura dos Estados Unidos iniciou um programa de pesquisa destinado a encontrar novos hormônios vegetais, liderado por J. W. Mitchell (Maugh II, 1981). Supôs-se que os pólens teriam uma elevada concentração de hormônios e, portanto, neles haveria maior probabilidade de encontrar novas substâncias fisiologicamente ativas.

Utilizando o ensaio do segundo internódio de feijoeiro, foram testados cerca de 60 tipos de pólen (Mandava & Mitchell, 1971): foi notado que os pólens de colza (Brassica napus L.) e de amieiro (Alnus glutinosa L.) produziam uma resposta surpreendente, que combinava alongamento (típica de giberelinas) com entumescimento e curvatura do internódio tratado. Estes pesquisadores propuseram que o pólen de colza contivesse um novo grupo de hormônios lipídicos, a que chamaram brassina. Mandava, Mitchell e colaboradores relataram a ocorrência de uma fração ativa da brassina contendo, predominantemente, ésteres glicosídicos de ácidos graxos (Mandava & Mitchell, 1972; Mandava et al., 1973). Trabalho posterior mostrou que, embora estes ésteres glicosídicos produzissem alongamento, não eram capazes de reproduzir toda a resposta observada (Grove et al., 1978). As brassinas, todavia, mostraram-se capazes de promover o crescimento vegetal como um todo, aumentar o rendimento de colheita, a eficiência de colheita e o vigor das sementes (Mitchell & Gregory, 1972), bem como acelerar o crescimento (Gregory, 1981; Meudt et al., 1984).

Em 1975 o USDA iniciou um programa destinado a identificar e sintetizar os princípios ativos das brassinas, avaliar seu efeito no aumento da produtividade de algumas culturas (como trigo, milho, soja e batata), e avaliar as propriedades reguladoras de crescimento dos princípios ativos em condições de campo e estufa (Mandava, 1988).

Para isolar os princípios ativos foram colhidas, de abelhas polinizando colza, 500 libras de pólen, extraindo-se com isopropanol em partidas de 50 libras (Mandava et al., 1978). O extrato foi partilhado entre tetracloreto de carbono, metanol e água. A fração metanólica foi cromatografada em uma série de colunas de sílica, reduzindo o material biologicamente ativo a 100g. A purificação posterior, acompanhada pelo teste do segundo internódio do feijoeiro, foi realizada por cromatografia em coluna e cromatografia líquida de alta eficiência, resultando em 10 miligramas de substância cristalina, denominada brassinolídeo (1, Figura 1; Grove et al., 1979).

À época chamou a atenção o brassinolídeo ser um fitosteróide dotado de atividade promotora de crescimento vegetal mesmo em quantidades e concentrações extremamente diminutas, apresentar uma função 6-oxo-7-oxalactona e dois grupos de hidroxilas cis-vicinais, em C-2/C-3 e em C-22/C-23, e uma metila em C-24 syn às hidroxilas.

Após as primeiras sínteses químicas do brassinolídeo (Fung & Siddal, 1980; Ishiguro et al., 1980, 1980), um grande esforço tem sido realizado tanto na sua síntese quanto na de substâncias assemelhadas (os brassinosteróides), no isolamento de novos brassinosteróides e na verificação de suas atividades biológicas e aplicações na agricultura.

Nesta revisão alguns termos serão utilizados como segue. O termo brassina compreende uma mistura de lipídeos purificada do pólen de colza dotada de atividade biológica característica (brassínica). A expressão atividade brassínica (Mandava, 1988) denota a ocorrência simultânea de alongamento, entumescimento, curvatura e ramificação do internódio tratado no teste do segundo internódio de feijoeiro. Outros testes que têm sido utilizados para mostrar a atividade brassínica são o da inclinação da lâmina de arroz (Wada et al., 1981; Wada et al., 1984), o do crescimento do epicótilo do feijão mungo (Gregory & Mandava, 1982), o do primeiro internódio de feijoeiro (Meudt & Thompson, 1983) e o do desenrolamento da folha de trigo (Wada et al., 1985).

Outros termos encontrados na literatura são brassinas artificiais, indicando misturas sintéticas dotadas de atividade brassínica, e brassinosteróides artificiais, indicando esteróides sintéticos que mostram semelhança estrutural variada com os brassinosteróides naturais. No último caso pode haver uma troca de classificação uma vez que em algumas ocasiões a síntese química de determinado brassinosteróide antecipa o seu isolamento de fontes naturais.

 

2. Brassinosteróides naturais

 

Desde o isolamento do brassinolídeo (1), uma série de brassinosteróides, mostrados na Figura 1, foi isolada de diversos órgãos de plantas de diferentes famílias (Mandava, 1988; Adam & Marquardt, 1986; Singh & Bhardwaj, 1986; Abreu, 1991; Takatsuto, 1994; Fujioka & Sakurai, 1997a).

 

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Figura 1 - Brassinosteróides naturais.

 

As características estruturais que se observam nestas substâncias são:

i) anel A mono- a trioxigenado, com oxigenação sempre no carbono 3;

ii) junção trans entre os anéis A e B;

iii) anel B apresentando as funções 6-oxo-7-oxalactona, 6-cetona ou saturado;

iv) anéis C e D não-substituídos;

v) a cadeia lateral se apresenta como de colestano, ergostano ou sitostano, diidroxilados em C-22/C-23, com configuração 20b,22a,23a, e podendo apresentar insaturação em C-24/C-28 e metilação em C-25.

Com base nestas características considerar-se-iam brassinosteróides os (20b)-22a,23a-diidróxi-5a-colestanos 3-oxigenados (47, Figura 2) alquil- e oxissubstituídos, naturais ou sintéticos, e como análogos de brassinosteróides as substâncias que apresentem alguma semelhança estrutural com as primeiras.

 

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Figura 2 - Fórmula geral dos brassinosteróides naturais.

 

A ocorrência natural dos brassinosteróides está descrita na Tabela 1, segundo a fonte vegetal. Observa-se sua ocorrência em alga, pteridófita, gimnospermas e angiospermas (mono- e dicotiledôneas), indicando uma provável distribuição geral.

 

Tabela 1 - Ocorrência de brassinosteróides naturais segundo a espécie vegetal.

Espécie

Família

Nome vulgar

Brassinosteróides

Referência

Alnus glutinosa Gaertn.

Betulaceae

amieiro

1, 8

Plattner et al., 1986

Apium graveolens L.

Umbelliferae

salsão

7

Schmidt et al., 1995c

Arabidopsis thaliana

Cruciferae

8, 24, 32, 40

Fujioka et al., 1996

Banksia grandis

Proteaceae

1, 8

cf. Takatsuto, 1994

Beta vulgaris L.

Chenopodiaceae

beterraba

8, 13

Schmidt et al., 1994

Brassica campestris var. pekinensis

Cruciferae

couve-da-China

1, 2, 5, 8, 9, 12

Abe et al., 1982

Abe et al., 1983

Arima et al., 1984

Ikekawa & Takatsuto, 1984

Brassica napus L.

Cruciferae

colza

1, 8

Grove et al., 1979

Ikekawa et al., 1984

Cannabis sativa L.

Cannabaceae

cânhamo

8, 25

Takatsuto et al., 1996b

Cassia tora L.

Leguminosae Papilionaceae

mata-pasto

1, 8, 12, 24, 25

Park et al., 1993a

Park et al., 1994b

Castanea crenata Sieb. et Zucc

Fagaceae

castanheiro-do-Japão

1, 8, 12, 32

Abe et al., 1983

Arima et al., 1984

Ikeda et al., 1983

Ikekawa et al., 1984

Yokota et al., 1982a

Catharanthus roseus Don.

Apocynaceae

pervinca

1, 8, 24, 25, 32, 40, 41, 62 (catasterona)

Park et al., 1989

Choi et al., 1993

Choi et al., 1997

cf. Fujioka & Sakurai, 1997a

Cistus hirsutum

Cistaceae

1, 8

cf. Takatsuto, 1994

Citrus sinensis Osbeck

Rutaceae

laranja

1, 8

Motegi et al., 1994

Citrus unshiu Marcov.

Rutaceae

1, 8, 24, 25

cf. Takatsuto, 1994

Cryptomeria japonica D. Don.

Taxodiaceae

3

cf. Takatsuto, 1994

Cupressus arizonica E. Greene

Cupressaceae

cipreste-do-Arizona

1, 8, 9, 10, 24, 25, 32, 30, 40, 42

Griffiths et al., 1995

Diospyros kaki Thunb.

Ebenaceae

caqui

8

cf. Takatsuto, 1994

Distylium racemosum Sieb et Zucc.

Hammamelidaceae

1, 5, 8, 12, 30

Ikekawa et al., 1984;

Abe et al., 1994

Dolichos lablab Adans.

Leguminosae

1, 3, 4, 5, 8, 10, 11, 32, 33

Baba et al., 1983

Yokota et al., 1982b

Yokota et al., 1983b

Yokota et al., 1984

Echium piantagineum

Boraginaceae

1

cf. Takatsuto, 1994

Equisetum arvense L.

Equisetaceae

5, 8, 10, 12

Takatsuto et al., 1990a

Eriobottrya japonica Lindl.

Rosaceae

8

cf. Takatsuto, 1994

Erythronium japonicum Decne

Liliaceae

24

Yasuta et al., 1995

Eucalyptus calophylla

Myrtaceae

1

cf. Takatsuto, 1994

Eucalyptus marinata

Myrtaceae

10

cf. Takatsuto, 1994

Fagopyrum esculentum Moench

Polygonaceae

trigo sarraceno

1, 8

Takatsuto et al., 1990b

Gingko biloba L.

Gingkoaceae

25

Takatsuto et al., 1996a

Gypsophyla perfoliata L.

Caryophyllaceae

6

Schmidt et al., 1996

Helianthus annuus L.

Compositae

girassol

1, 8, 12

Takatsuto et al., 1989

Hydrodiction reticulatum

Hydrodictyaceae

(alga)

2, 9, 13

Yokota et al., 1987a

Lilium elegans Thunb.

Araceae

lírio

1, 8, 24, 25

Susuki et al., 1994b

Lilium longiflorum

Araceae

copo-de-leite

1, 8, 24, 30, 43, 44

Abe et al., 1994

Asakawa et al., 1994

Asakawa et al., 1996

Lolium perene L.

Graminae

azevém

14

Taylor et al., 1993

Lycopersicon esculentum Mill.

Solanaceae

tomate

8, 12, 32

Yokota et al., 1997

Ornithopus sativus Brot.

Leguminosae Papilionaceae

serradela

8, 13, 32, 36, 37

Schmidt et al., 1993a

Spengler et al., 1995

Oryza sativa L.

Graminae

arroz

8, 10, 25, 26, 27, 32

Abe et al., 1984b

Abe et al., 1995a

Ikekawa & Takatsuto, 1984

Park et al., 1993c

Park et al., 1994a

Perilla frutescens

Labiatae

2, 8

Park et al., 1993b

Park et al., 1994a

Phalaris canariensis L.

Poaceae

8, 25

Shimada et al., 1996

Pharbitis purpurea Voigt

Convolvulaceae

8, 12

Suzuki et al., 1985

Phaseolus vulgaris L.

Leguminosae Papilionaceae

feijão

1, 3, 8, 15, 16, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23, 28, 29, 32, 33, 35, 38, 39, 45, 46

Kim, 1988

Kim et al., 1988

Yokota et al., 1983c

Yokota et al., 1987b

Phoenix dactilifera L.

Arecaceae

tamareira

13

Zaki et al., 1993

Picea sitchensis (Bong.) Carr

Pinaceae

8, 24

Yokota et al., 1985

Pinus silvestris

Pinaceae

1, 8

Kim et al., 1990

Pinus thubergii

Pinaceae

8, 24

Yokota et al., 1983a

Pisum sativum L.

Leguminosae Papilionaceae

ervilha

7, 8

Yokota et al., 1996

Psophocarpus tetragonolobus

feijão alado

1, 8, 9, 32, 34

cf. Takatsuto, 1994

Raphanus sativus L.

Cruciferae

rabanete

1, 8, 27

Schmidt et al., 1991

Schmidt et al., 1993b

Rheum barbarum

Polygonaceae

8, 13

Schmidt et al., 1995a

Robinia pseudo-acacia L.

Fabaceae

8, 32, 24

Abe et al., 1995b

Secale cereale L.

Graminae

centeio

31

Schmidt et al., 1995b

Solidago altissima

Compositae

1

cf. Takatsuto et al., 1994

Sporolobus stapfianum

Graminae

1, 3, 8

Sasse et al., 1998

Thea sinensis

Ternstroemiaceae

chá

1, 8, 9, 12, 24, 25

Abe et al., 1983

Abe et al., 1984a

Ikekawa & Takatsuto, 1984

Morishita et al., 1983

Triticum aestivum L.

Graminae

trigo

1, 8, 9, 24, 25, 32, 30, 42

Yokota et al., 1994

Tulipa gesneriana L.

Liliaceae

tulipa

24

cf. Takatsuto, 1994

Typha latifolia Mey.

Typhaceae

taboa

24

Schneider et al., 1983

Vicia faba L.

Leguminosae Papilionaceae

feijão fava

1, 6, 8, 12

Ikekawa et al., 1988

Park et al., 1988

Park & Hyun, 1987

Zea mays L.

Graminae

milho

8, 12, 24, 25, 32

Park et al., 1995

Suzuki et al., 1986

 

A literatura registra ainda a ocorrência dos 2-desoxibrassinosteróides 48-50 (Figura 3), de estrutura incompletamente elucidada, isolados do extrato biologicamente ativo de sementes imaturas de feijão (Kim et al., 1994).

 

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Figura 3 - Brassinosteróides de estrutura não completamente elucidada.

 

3. Detecção e análise cromatográfica de brassinosteróides

 

Devido à diminuta quantidade em que os brassinosteróides ocorrem nos vegetais, entre 10-100mg/kg em pólen, entre 1-100mg/kg em sementes imaturas e entre 10-100ng/kg em brotos e folhas (Adam & Marquardt, 1986; Mandava, 1988; Takatsuto, 1994), foram desenvolvidos alguns métodos seguros para sua detecção e identificação, uma vez que seu isolamento seria extremamente moroso e dispendioso.

A detecção de brassinosteróides se fez inicialmente pelo teste do segundo internódio do feijoeiro, sendo gradualmente substituído pelo teste da inclinação da lâmina de arroz (Wada et al., 1981, 1984; Kim et al., 1990; Takeno & Pharis, 1982) e o do desenrolamento da folha de trigo (Wada et al., 1985; Takatsuto, 1994), tendo menor utilização os métodos imunológicos (Horgen et al., 1984; Yokota et al., 1990; Schlagenhaufer et al., 1991; Taylor et al., 1993).

Dada a pequena quantidade de brassinosteróides presentes em vegetais, logo se desenvolveu um micrométodo tanto para triagem como quantificação (Takatsuto et al., 1982), que consiste em reagir o brassinosteróide com ácido metanoborônico, resultando em seu metano- ou bismetanoboronato (e.g. 51 para o bismetanoboronato do brassinolídeo, Figura 4). Eventual hidroxila isolada, como no caso do 22a,23a-diidroxicolesterol, é trimetilsililada após boronação, resultando em derivados como 52. Os derivados obtidos são analisados por cromatografia de gases, tanto em coluna empacotada quanto capilar, com tempos de retenção muito sensíveis a variações nas estruturas dos brassinosteróides. Os boronatos obtidos são analisados por espectrometria de massas, com ionização por impacto eletrônico ou química, podendo ainda ser utilizado monitoramento de íons, devido à regularidade dos padrões de fragmentação dos diversos tipos de brassinosteróides. O método tem sido utilizado costumeiramente na detecção de brassinosteróides, de vez que seu limite de detecção é inferior a 10pg (Ikekawa & Takatsuto, 1984; Ikekawa et al., 1984; Takatsuto, 1994).

 

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Figura 4 - Derivados de brassinosteróides para cromatografia de gases/espectrometria de massas.

 

A cromatografia líquida de alta eficiência, utilizando colunas de fase reversa, é menos sensível para a detecção e quantificação de brassinosteróides, com o limite de detecção situado na faixa de 25-100pg, porém com linearidade de resposta na faixa de 25pg-40ng, nos casos mais favoráveis, e precisão em torno de 3%. Novamente se fazendo uso das hidroxilas vicinais em 2a,3a e 22a,23a utilizaram-se os ácidos a-naftilborônico (Gamoh et al., 1988), 9-fenantrilborônico (Takatsuto et al., 1989, 1990b), 1-cianoisoindolil-2-m-fenilborônico (Gamoh et al., 1989), dansilaminofenilborônico (Gamoh et al., 1990a) , m-aminofenilborônico (Gamoh et al., 1992) e ferrocenilborônico (Gamoh et al., 1990b) para obter quantitativamente os derivados 53-57 (Figura 5). Os naftilboronatos 53 são adequados para detecção por ultravioleta, com absorção máxima a 280nm e limite de detecção de 100pg, os ferrocenilboronatos 57 são indicados para detecção eletroquímica com limite de detecção de 50pg, enquanto os boronatos 54-57 são indicados para detecção fluorimétrica com limites de detecção respectivos de 50pg, 20pg e 25pg. Estes métodos também têm sido utilizados para a identificação e quantificação de brassinosteróides em plantas (Takatsuto et al., 1989, 1990a, b; Gamoh & Takatsuto, 1994; Motegi et al., 1994).

 

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Figura 5 - Derivados de brassinosteróides para cromatografia líquida de alta eficiência.

 

4. Biossíntese e metabolismo de brassinosteróides

 

A elucidação da biossíntese e do metabolismo de brassinosteróides é importante para a determinação de quais são suas formas biologicamente ativas e para a compreensão de como os seus níveis endógenos são regulados para promoverem o crescimento e desenvolvimento adequados.

Os brassinosteróides devem ser obtidos pelas plantas a partir de outros de seus fitosteróides, como sitosterol e campesterol. O sistema mais comumente utilizado para o estudo da biossíntese de brassinosteróides é o da cultura de células de Catharantus roseus (pervinca), onde o campesterol é o principal fitosteróide presente. Neste caso foi verificado que a biossíntese de brassínolídeo (1) se inicia pela redução de campesterol (58) a campestanol (59), que é oxidado a 6a-hidroxicampestanol (60) e este a 6-oxocampestanol (61; Suzuki et al., 1995a). Experimento paralelo demonstrou que a catasterona (62) é um precursor biossintético de tifasterol (24) e teasterona (25; Fujioka et al., 1995), porém não se pôde demonstrar a conversão de 6-oxocampestanol (61) a catasterona (62) ou a teasterona (25; Fujioka et al., 1995; Suzuki et al., 1995b; Fujioka & Sakurai, 1997b). Pôde-se verificar que teasterona (25) e tifasterol (24) são interconversíveis em pervinca, fumo e tomate e que tifasterol (24) é oxidado a castasterona (8) e esta a brassinolídeo (1) (Suzuki et al., 1994a, 1995a). Em pervinca, fumo e arroz, a castasterona (8) também dá origem à 3-epicastasterona (17) (Suzuki et al., 1995a). Como resultado, uma provável rota biossintética do brassinolídeo (1) é a mostrada na Figura 6. Devido à conversão inicial do campestanol (59) a 6a-hidroxicampestanol (60), esta rota é denominada via de oxidação precoce em C-6 (Fujioka & Sakurai, 1997a, 1997b).

 

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Figura 6 - Biossíntese de brassinolídeo (1) via oxidação precoce em C-6.

 

Os 6-desoxobrassinosteróides, devido à sua pequena atividade biológica, foram inicialmente considerados produtos de inativação dos 6-cetobrassinosteróides. À medida que passaram a ser encontrados em inúmeras espécies e, em boa parte delas, observar-se a constância do par 6-desoxocastasterona (32)/castasterona (8), surgiu a hipótese de os 6-desoxobrassinosteróides poderem ser precursores biossintéticos de 6-cetobrassinosteróides. Em culturas de células e em plântulas de pervinca, fumo e arroz observou-se a conversão de 6-desoxocastasterona (32) a castasterona (8) (Choi et al., 1996). Em culturas de células de pervinca observou-se também a presença de 6-desoxotifasterol (40) e de 6-desoxoteasterona (41), tendo-se verificado, pelo uso de precursores marcados, as conversões de 6-desoxoteasterona (41) a 3-desidro-6-desoxoteasterona (42), desta a 6-desoxotifasterol (40), a 6-desoxocastasterona (32) e a castasterona (8), como mostrado na Figura 7, denominada via de oxidação tardia em C-6 (Choi et al., 1997). Pôde-se observar que ambas as vias de oxidação precoce e tardia em C-6 operam simultaneamente, porém não ocorrem as conversões de 6-desoxoteasterona (41), 3-desidro-6-desoxoteasterona (42) e 6-desoxotifasterol (40) às suas 6-cetonas respectivas, não estando ainda claro como ocorre a conversão de campestanol (59) a 6-desoxoteasterona (41).

 

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Figura 7 - Biossíntese de brassinolídeo (1) via oxidação tardia em C-6.

 

O metabolismo de brassinosteróides tem sido mais exaustivamente estudado em culturas de células de tomate e de serradela.

Em tomate, 24-epicastasterona (13, Figura 8) sofre hidroxilação seguida de glicosilação em C-25 ou C-26 produzindo 63 e 64, ou é desidrogenada a 3-desidro-24-epicastasterona (65), que é reduzida a 3,24-diepicastasterona (18). Esta, por sua vez, pode ser 2- ou 3-glicopiranosilada produzindo 66 e 67 ou hidroxilada em C-25 resultando em 25-hidróxi-3,24-diepicastasterona (68; Hai et al., 1996).

 

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Figura 8 - Metabolismo de 24-epicastasterona (13) por cultura de células de L. esculentum.

 

Já o 24-epibrassinolídeo (6, Figura 9) foi transformado nos 25- e 26-glicopiranosídeos 69 e 70, enquanto 25-hidróxi-24-epibrassinolídeo (71) foi transformado exclusivamente no 25-glicosídeo 69 por culturas de células de tomate (Schneider et al., 1994; Hai et al., 1995).

 

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Figura 9 - Metabolismo de 24-epibrassinolídeo (6) por células de L. esculentum.

 

A suspensão de cultura de células de tomate converte parcialmente 24-epiteasterona, um precursor hipotético na biossíntese de 24-epibrassinolídeo (6) a dois glicosídeos, 24-epiteasterona-3-O-b-D-glicopiranosil-(1®6)-b-D-glicopiranosídeo e 24-epiteasterona-3-O-b-D-glicopiranosil-(1®4)-b-D-galactopiranosídeo (Kolbe et al., 1997).

Em culturas de células de serradela a 24-epicastasterona (13, Figura 10) foi degradada a 2a,3b,6b-triidróxi-5a-pregnano-20-ona (72), verificando-se, posteriormente, produzir os ésteres graxos 73-75 (Kolbe et al., 1994, 1996b). O processo se passa (Kolbe et al., 1996a) com a transformação de 24-epicastasterona (13) a 3,24-diepicastasterona (18) e esta a 20R-hidróxi-3,24-diepicastasterona (76), que é oxidada à pregnanodiona 77 e reduzida ao triol 72.

 

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Figura 10 - Metabolismo de 24-epicastasterona (13) por cultura de células de O. sativus.

 

Neste mesmo sistema o 24-epibrassinolídeo (6, Figura 11) é transformado em 2a,3b-diidróxi-B-homo-7-oxa-5a-pregnano-6,20-diona (78) (Kolbe et al., 1994), nos ésteres graxos 79-81 (Kolbe et al., 1996b) e em 25-hidróxi-3,24-diepibrassinolídeo (82) e 20R-hidróxi-3,24-diepibrassinolídeo (83), através da conversão inicial de 24-epibrassinolídeo (6) a 3,24-diepibrassinolídeo (84) (Kolbe et al., 1996a).

 

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Figura 11 - Metabolismo de 24-epibrassinolídeo (6) por cultura de células de O. sativus.

 

A incubação de 24-epibrassinolídeo (6) e de 24-epicastasterona (13) com o fungo Cunninghamella echinulata produz o 12b-hidróxi-24-epibrassinolídeo (85) e a 12b-hidróxi-24-epicastasterona (86) (Voigt et al., 1993), respectivamente (Figura 12).

 

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Figura 12 - Transformações de brassinosteróides por fungos.

 

Já o análogo 2a,3a-diidróxi-6-cetocolestano (87), sob ação do fungo Mycobacterium vaccae, produziu a 2a,3a,6a-triidróxi-5a-androstano-17-ona (88) e a 2a-hidróxi-4-androsteno-3,17-diona (89) (Volbrodt et al., 1991; Figura 12).

 

5. Atividade biológica e relação estrutura-atividade

 

A atividade biológica dos brassinosteróides foi inicialmente acompanhada pelos testes do segundo internódio do feijoeiro (Mandava, 1988; Grove et al., 1979; Thompson et al., 1981, 1982). Neste ensaio não se detectam auxinas e citocininas, enquanto as giberelinas provocam alongamento dos internódios tratado e superiores. Os brassinosteróides provocam alongamento e divisão celulares, resultando em alongamento, entumescimento, curvatura e ramificação do internódio tratado: estas alterações morfológicas são dependentes da concentração.

O ensaio do primeiro internódio de feijoeiro, utilizado para avaliar o crescimento induzido por auxinas, também foi empregado inicialmente para avaliar a relação estrutura-atividade de brassinosteróides (Mandava, 1988; Meudt & Thompson, 1983; Thompson et al., 1982; Fuendjiep et al., 1989).

O bioensaio da inclinação da lâmina de arroz, baseado em teste desenvolvido por Maeda (Maeda, 1965) para a detecção de auxinas, foi modificado por Wada e colaboradores para a detecção de brassinosteróides (Wada et al., 1981, 1984). Enquanto o teste responde para ácido indolilacético a um limite de detecção de 50ppm, para o brassinolídeo este limite é de 0,5ppb e para o homobrassinolídeo é de 5ppb. Modificação posterior, empregando lâminas de arroz pré-sensibilizadas com ácido indolilacético, trouxe o limite de detecção do brassinolídeo para 0,1ppb (Takeno & Pharis, 1982). Este teste tem sido considerado específico para brassinosteróides e utilizado para realizar a detecção e acompanhamento da purificação destas substâncias.

O bioensaio do desenrolamento da folha de trigo, introduzido em 1985, responde a brassinolídeo (1) e a castasterona (8) a um limite de 0,5ng/ml, com desenrolamento completo a concentrações de brassinolídeo (1) igual ou maiores do que 10ng/ml. Neste teste o ácido giberélico e citocininas produzem leve efeito entre 0,1-10mg/ml e a zeatina causa de leve a completo desenrolamento entre 1ng-1mg/ml, enquanto o ácido abscísico, o ácido indolilacético e a indolilacetonitrila inibem o desenrolamento (Wada et al., 1985).

Outros ensaios têm sido utilizados menos freqüentemente para avaliar a relação estrutura-atividade dos brassinosteróides, como os do alongamento dos epicótilos de feijão mungo (Gregory & Mandava, 1982), do alongamento dos hipocótilos de rabanete (Takatsuto et al., 1983b, 1984) e de tomate (Takatsuto et al., 1983b), e da produção de etileno induzida por auxinas em segmentos estiolados de feijão mungo (Arteca et al., 1985).

Ainda que os ensaios biológicos anteriormente citados não sejam equivalentes, permitiram estabelecer relações estrutura-atividade relativamente seguras (Mandava, 1988; Adam & Marquardt, 1986; Singh & Bhardwaj, 1986; Abreu, 1991), com o auxílio de uma série de brassinosteróides artificiais.

De um modo geral, os brassinosteróides mais potentes são os do tipo 6-oxo-7-oxalactonas, seguidos das 6-cetonas e dos 6-desoxobrassinosteróides, praticamente inativos (Mandava, 1988).

Modificações na estrutura da lactona para éter, tialactona, lactama, 6-oxa-7-oxolactona, 6-aza-7-oxalactona e 6-aza-7-tiolactona (Kishi et al., 1986; Takatsuto et al., 1987, Okada & Mori, 1983a) reduzem dramaticamente a atividade do brassinosteróide (e.g. brassinolídeo (1) (10.000) » homobrassinolídeo (2, » 10.000) > 6-desoxo-homobrassinolídeo (90, 100) » 7-aza-homobrassinolídeo (91, 100) > 7-tia-homobrassinolídeo (92, 10), enquanto 6-oxa-7-oxo-homobrassinolídeo (93) tem cerca de 1% da atividade do homobrassinolídeo (2) (Takatsuto et al., 1987) e 6-aza-7-oxo-homobrassinolídeo (94) (Anastasia et al., 1984) e 6-aza-7-tia-homobrassinolídeo (95) são inativos (Okada & Mori, 1983b). Ao se passar da lactona para a 6-cetona, observa-se que a atividade brassínica decresce de 100% para 50% no par brassinolídeo (1)/castasterona (8) (Takatsuto et al., 1983a) no ensaio da inclinação da lâmina de arroz, enquanto a 24-epicastasterona (13) é cerca de 3 vezes mais ativa que a castasterona (2) no teste do segundo internódio do feijoeiro (Thompson et al., 1982). A introdução de uma dupla ligação em C-7/C-8 na 24-epicastasterona (13) reduz em cerca de dez vezes a atividade biológica (Takatsuto et al., 1987) da 7-desidro-24-epicastasterona (96) enquanto no par 22,23,24-triepicastasterona (97)/7-desidro-22,23,24-triepicastasterona (98) a atividade decresce cerca de cem vezes. A introdução de uma hidroxila em 5a diminui a atividade em cerca de 1000 vezes ao se passar de 7-desidro-24-epicastasterona (96) para 7-desidro-5a-hidróxi-24-epicastasterona (99) e cerca de 100 vezes no par 7-desidro-22,23,24-triepicastasterona (98)/7-desidro-5a-hidróxi-22,23,24-triepicastasterona (100) (Takatsuto et al., 1987). A ausência de função oxigenada no anel B diminui sensivelmente a atividade brassínica, como o caso da 6-desoxocastasterona (32) que apresenta apenas 1% da atividade da castasterona (2) (Yokota et al., 1983c) (v. estruturas na Figura 13).

 

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Figura 13 – Análogos de brassinosteróides 90-100.

 

O efeito de substituintes no anel A foi estudado com detalhes (Takatsuto et al., 1987) na série do homobrassinolídeo (2): a mudança das hidroxilas de 2a,3a para 3a,4a seja no homobrassinolídeo (2) seja no 6-oxa-7-oxo-homobrassinolídeo (93) reduz a atividade biológica das substâncias (101) e (102), em relação aos regioisômeros (2) e (93), em 1 ordem de grandeza. O 2-desóxi-homobrassinolídeo (103) é cerca de 100 vezes menos ativo que o homobrassinolídeo (2), enquanto o homotifasterol (26) é cerca de dez vezes menos que a etilbrassinona (9). Seus 3b-isômeros 3-epi-2-desóxi-homobrassinolídeo (104) e homoteasterona (27) são uma ordem de grandeza menos ativos que o homobrassinolídeo (2) e a etilbrassinona (9), respectivamente (concordantemente, 2-desóxi-25-metildolicolídeo (48), 2-desóxidolicosterona (49) e 2-desóxi-24-etilbrassinona (50) mostram pequena atividade biológica; Kim et al., 1994). Enquanto o 3-desidro-2-desóxi-homobrassinolídeo (105) e o 2,3-didesóxi-homobrassinolídeo (106) são cerca de dez vezes menos ativos que o homobrassinolídeo (2), a 3-desidro-homoteasterona (107) e a 2,3-didesoxi-homoteasterona (108) são respectivamente dez e cem vezes menos ativos que a etilbrassinona (9). Mais recentemente, verificou-se que a 3-desidroteasterona (30), a secasterona (31) e a 2,3-diepissecasterona (109) mostram, respectivamente, 74%, 59% e 89% da atividade da 24-epicastasterona (13) no ensaio da inclinação da lâmina de arroz (Voigt et al., 1995) (v. estruturas na Figura 14).

 

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Figura 14 – Análogos de brassinosteróides 101-109.

 

Embora brassinosteróides de configuração 5b não tenham sido isolados de fontes naturais, foram inicialmente sintetizados visando uma possível atividade antinutricional para insetos (Brosa et al., 1994). A exploração da relação estrutura-atividade de brassinosteróides utilizando o bioensaio da lâmina de trigo, empregando o cultivar Bahia e uma única concentração de brassinosteróide a 1mg/segmento, mostrou que tanto o homobrassinolídeo (2) quanto o 2,3,5-triepi-homobrassinolídeo (110) apresentam 87% da atividade do brassinolídeo (1). Ao se mudar a configuração da cadeia lateral para 22b,23b a atividade do 22,23-diepi-homobrassinolídeo (111) é cerca de 2 vezes maior que a do 2,3,5,22,23-pentaepi-homobrassinolídeo (112; 14% e 6%, respectivamente). Na série 6-cetônica a etilbrassinona (9) apresenta 97% da atividade do brassinolídeo (1), enquanto a 2,3,5-triepietilbrassinona (113) apenas 51%. Com os isômeros 22b,23b a situação na série cetônica é semelhante à da série lactônica, com as atividades da 22,23-diepietilbrassinona (114) e da 2,3,5,22,23-pentaepietilbrassinona (115) da ordem de 17% e 7% da atividade do brassinolídeo (1), respectivamente (Brosa et al., 1996) (v. estruturas na Figura 15).

 

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Figura 15 – Análogos de brassinosteróides 110-115.

 

Aparentemente um maior número de trabalhos explorou a relação entre a estrutura da cadeia lateral e a atividade brassínica. Quanto ao substituinte em C-24, para os 22a,23a-brassinosteróides, a ordem de reatividade é brassinolídeo (1) > 24-epibrassinolídeo (6) > homobrassinolídeo (2) > 24-epi-homobrassinolídeo (116) > dolicolídeo (3) > homodolicolídeo (4) > 28-norbrassinolídeo (5) , ordem decrescente que se observa também na série das 6-cetonas nos testes do segundo internódio de feijoeiro (Mandava, 1988) e da inclinação da lâmina de arroz (Takatsuto et al., 1983a). A introdução de uma metila em C-25 potencia a atividade em uma ordem de grandeza, ao menos nos pares brassinolídeo (1)/25-metilbrassinolídeo (117) e dolicosterona (10)/25-metildolicosterona (15) (Mori & Takeuchi, 1988), enquanto a retirada da metilas em C-25, resultando no 26,27-bisnorbrassinolídeo (118) ou na 26,27-bisnorcastasterona (119) não afeta a atividade biológica no ensaio da inclinação da lâmina de arroz (Takatsuto et al., 1984). Em contraste, o 26,28-bisnorbrassinolídeo (120) e a 26,28-bisnorcastasterona (121) se mostram ativos a apenas 10mg/plântula contra atividade a 0,01mg/plântula para o brassinolídeo (1) e 0,1mg/plântula para a castasterona (8) (Thompson et al., 1982). À medida que se diminui o tamanho da cadeia lateral diminui também a atividade biológica: assim a bisnorcolanolactona (122) e a androstanolactona (123) mostram apenas 2% e 0,001% da atividade do brassinolídeo (1), respectivamente (Kondo & Mori, 1983) (v. estruturas na Figura 15). 21-Carboxipregnanolactonas (Cerný et al., 1987) e 22-alcoxibisnorcolanolactonas (Kerb et al., 1983) também mostram atividade biológica (v. estruturas na Figura 16).

 

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Figura 16 – Análogos de brassinosteróides 116-123.

 

Quanto às hidroxilas da cadeia lateral, aquelas em configuração 22a,23a são mais ativas que as em 22b,23b, tanto para cetonas quanto para lactonas, independentemente do teste utilizado (Takatsuto et al., 1983a, 1987; Thompson et al., 1979, 1981, 1982). Ao se conjugar, todavia, com o alquil substituinte em C-24 a ordem de atividade relativa varia com o substituinte, com a estrutura do anel B e o ensaio utilizado: mesmo assim os isômeros 22a,23a,24a são sempre os mais ativos (Takatsuto et al., 1983a; Thompson et al., 1981, 1982). Os 22a,23b- ou 22b,23a-brassinosteróides mostram pequena atividade biológica (Takatsuto et al., 1983a, b; Fuendjiep et al., 1989). A eliminação de uma hidroxila, como no 23-desóxi-28-norbrassinolídeo (124) diminui a atividade biológica (Takatsuto et al., 1983b; Kondo & Mori, 1983) (a exemplo do que ocorre com a catasterona (62) (Fujioka et al., 1995) e a colestanolactona 125 (Takematsu, 1982), chegando a ser suprimida com a eliminação das 2 hidroxilas da cadeia lateral (Takatsuto et al., 1983; Thompson et al., 1982; Kondo & Mori, 1983). A glicosilação da hidroxila na cadeia lateral, como a do brassinolídeo para produzir o glicosídeo 126, é considerada um importante mecanismo de desativação dos brassinosteróides (Suzuki et al., 1993) (v. estruturas na Figura 17).

 

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Figura 17 – Análogos de brassinosteróides 124-126.

 

A literatura registra ainda, como possuindo atividade brassínica, uma série de análogos de brassinosteróides, como 17-ésteres de androstanolactonas (Kohout, 1989), a 2a,3a,17b-triidroxi-5a-androstano-6-ona (Gaudinova et al., 1995), hemiésteres, ortoésteres e cetais de 2a,3a-colestanodiol (Kerb et al., 1982a), 22-éteres da lactona 122 (Kerb et al., 1983), ésteres de homobrassinolídeo (Kerb et al., 1982b) e 2-desoxibrassinosteróides (Abe & Yuya, 1993). Também foram preparados os análogos de brassinosteróides 127-136 (v. Figura 18) das séries espirostano (Marquardt et al., 1989; Arteaga et al., 1997), espirossolano (Quyen et al., 1994a), epiminocolestano (Quyen et al., 1994a) e solanidano (Quyen et al., 1994b), dos quais 127 - 130 são ditos possuirem atividade biológica (Marquardt et al., 1989; Arteaga et al., 1997).

 

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Figura 18 – Análogos de brassinosteróides 127-136.

 

Os dados acima sugerem que um brassinosteróide se ligue a seu receptor através de 3 pontos: as 2a,3a-hidroxilas do anel A (Wada & Marumo, 1981), a lactona do anel B e as 22a,23a-hidroxilas da cadeia lateral (Kishi et al., 1986). Considerou-se anteriormente que a afinidade do receptor às 2a,3a-hidroxilas fosse maior do que às 22a,23a-hidroxilas, já que as variações na configuração da cadeia lateral causam menos impacto à atividade brassínica do que as variações estruturais no anel A (Takatsuto et al., 1983b). Estudos recentes de relações estrutura-atividade quantitativas indicam no entanto que as configurações 2a,3a e 22a,23a contribuem respectivamente com 25% e 35% do total da atividade brassínica (Brosa et al., 1996).

Em resumo, para a exibição de máxima atividade brassínica, um brassinosteróide deve apresentar: i) uma função 6-oxo-7-oxalactona; ii) hidroxilas vicinais 2a, 3a; iii) hidroxilas vicinais 22a, 23a; iv) substituinte 24a-alquil (metil ou etil); v) dimetil ou trimetil substituinte em C-25.

 

6. Perspectivas de uso agrícola

 

Logo ao início dos trabalhos de isolamento de brassinosteróides, as brassinas se mostraram capazes de promover o crescimento vegetal como um todo (Mitchell & Gregory, 1972), bem como sua aceleração (Gregory, 1981, Braun & Wild, 1984, Meudt et al., 1984).

Com o isolamento do brassinolídeo (1) e a síntese de uma série de análogos, os brassinosteróides se mostraram úteis no aumento da produção agrícola: com o uso de brassinolídeo a produção de feijão, em massa de grãos por planta, aumentou de 45% a 51% e a de duas variedades de alface em torno de 25% (Meudt et al., 1983).

Em arroz, tratamento das plântulas com solução de brassinolídeo (1) a 5ppm causou aumento de 22% na massa fresca e 31,5% na massa seca de grãos por planta na variedade Taebaik (Lim, 1987). Foi relatado também aumentar a velocidade de crescimento da planta, o tamanho da raiz, a massa seca da haste e da raiz (Kim & Sa, 1989), reduzir a fitotoxicidade de 2,4-D e butaclor às plântulas (Choi et al., 1990) e aumentar a porcentagem de grãos maduros no cultivo a baixa temperatura (Irai et al., 1991).

Em cevada (cv. Nosovsky 9), brassinolídeo (1), homobrassinolídeo (2) e 24-epibrassinolídeo (6) aumentaram a atividade de a-amilase no endosperma, a massa de grãos por espigueta, a massa de 1000 grãos e a produção, além de aumentarem o diâmetro do caule e sua rigidez, provocando maior resistência da planta ao acamamento (Prusakova et al., 1995).

Em milho (cv. Kwangok) o peso fresco de espigas aumentou em torno de 7% e o peso seco de grãos entre 11% e 14% com o uso de brassinosteróides, enquanto no cultivar Danok 1 o efeito foi depressivo (Lim & Han, 1988).

A aplicação de 24-epibrassinolídeo (6) ou de 22,23,24-trisepibrassinolídeo (141, Figura 20) em trigo provocou acréscimos de 25-33% no peso da panícula, de 4-37% no peso da semente e diminuiu em 25-62% o tamanho da parte estéril da espigueta (Takematsu et al., 1988).

 

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Figura 20 – Análogos de brassinosteróides 141-148.

 

Experimentos realizados no Instituto Agronômico (Zullo, resultados não publicados) com 24-epibrassinolídeo (6), 24-epicastasterona (13), 22,23,24-trisepibrassinolídeo (118) e 22,23,24-trisepicastasterona (98) permitiram observar acréscimos na produção de trigo (em até 18% na massa de grãos por espigueta), de soja (até 22% na massa de grãos por planta) e de feijão (de até 83% na massa de grãos por planta no cultivar Carioca-80).

Aplicação de 24-epibrassinolídeo (6) a 1ppb aumentou o crescimento das raízes de grão-de-bico cv. Pusa 256 em 25% (Singh et al., 1993). Já a aplicação de 24-epibrassinolídeo (6) em três cultivares de grão-de-bico provocou aumentos no rendimento de sementes, no índice de colheita, na massa seca de 100 grãos e nos teores de proteínas e açúcares solúveis dos grãos (Ramos, 1995; Ramos et al., 1995, 1997). Neste caso o rendimento de sementes (em kg/ha) chegou a aumentar 86%, 61% e 76% para os cultivares IAC Índia-4, IAC Marrocos e IAC México, respectivamente.

Em café (Coffea arabica L.) a aplicação de 24-epibrassinolídeo (6) ou 24-epicastasterona (13) não teve qualquer efeito significativo sobre a produção, o estabelecimento de frutos ou seu tamanho (Mazzafera & Zullo, 1990). Calos de Coffea stenophylla cresceram até 237% entre 60 e 130 dias de cultivo em presença de 24-epibrassinolídeo (6), contra crescimento de 49% para tratamento sem uso desta substância (Ramos et al., 1987).

Em batata verificou-se que o brassinolídeo (1) facilita o desenvolvimento dos tubérculos, inibe sua germinação durante o armazenamento e aumenta a resistência a infecções por Phytophthorainfestans e Fusarium sulfureum (Kazakova et al., 1991).

O homobrassinolídeo (2) e seu 22,23-bisepímero 111 provocaram um aumento de 5-24% no tamanho e de 23-59% no peso fresco da planta de feijão azuki, bem como acréscimos de 3-30% no tamanho e de 8-28% na massa fresca de plantas de colza. A aplicação de 22,23,24-trisepi-homobrassinolídeo (111) aumentou em 43-111% a frutificação do tomate, enquanto com homobrassinolídeo (2) este acréscimo se situou entre 118-129% (Mori et al., 1986).

Em laranja a aplicação de brassinolídeo (1) durante a floração aumentou o pegamento de frutos, enquanto aplicado durante o crescimento dos frutos diminuiu sua queda fisiológica, ocasionando um aumento do número de frutos por planta, acompanhado de aumento do peso médio dos frutos e da razão brix/acidez. O aumento do pegamento de frutos ou a diminuição de sua queda fisiológica também foi observado em limão, pêssego e maçã. Nesta última ainda se observou aumento do diâmetro lateral do fruto e de sua firmeza. Em Citrus unshiu se observou aumento da produção de suco e da razão brix/acidez (Kuraishi et al., 1991). Em cunquate (Citrus madurensis Lour.) o brassinolídeo (1) retardou a abcisão dos frutos (Iwaori et al., 1990).

A aplicação dos éteres 142 e 143 (Figura 20), ativos no ensaio do segundo internódio de feijoeiro, causou aumento do comprimento das folhas e do diâmetro lateral de beterraba (Kerb et al., 1986).

Alguns brassinosteróides, sintetizados visando a maior durabilidade no campo, também se mostraram preliminarmente úteis na agricultura. Assim os fenilbrassinosteróides 144-146 (Figura 20) causaram aumentos de 14-15% no tamanho e de 21-26% na massa de plantas de milho, enquanto sob choque térmico de baixa temperatura a massa de plantas de milho aumentou de 23-36% (Hayashi et al., 1989). A lactona 147 (Figura 20), intermediária na síntese de homobrassinolídeo (2), causou aumentos de 13-22% na massa fresca da raiz de raiz forte, de 11-22% na massa de grãos de trigo, de 9-18% na massa de cachos de uva, de 11-18% na massa de bulbos frescos de cebola e de 21-22% na massa de plantas de arroz (Kamuro et al., 1990). Já os epóxidos 148 (Figura 20) aumentaram o tamanho das plantas de soja e de milho e o peso seco de sementes de milho (Takatsuto et al., 1990c).

Os brassinosteróides podem ser misturados a diluentes sólidos (como talco, mica, terra diatomácea e caulim), pastosos (como lanolina) ou líquidos (geralmente água ou misturas hidroalcoólicas) para serem utilizados como pós, grânulos, tabletes, pastas, suspensões, soluções, na presença ou não de emulsificantes que auxiliem a homogenização da preparação. A aplicação pode ser realizada por aspersão, espalhamento, cobertura ou deposição sobre a planta ou seus órgãos (como folhas, flores, caules, frutos, sementes) ou sobre o solo. A quantidade de brassinosteróide a ser aplicada depende do brassinosteróide, da preparação utilizada e sua forma e freqüência de aplicação, do tipo de planta a ser tratada e do efeito desejado. Em geral a concentração de brassinosteróide empregada se situa entre 1 e 100ppm, podendo ser aplicado junto com outros reguladores de crescimento, fertilizantes, herbicidas, inseticidas e outros adjuvantes (Mori, 1984).

Embora os brassinosteróides, como o 24-epibrassinolídeo (6), já sejam comercialmente disponíveis e utilizados nas agriculturas chinesa e russa (Ikekawa, comunicação pessoal), ainda há necessidade de estudos mais acurados sobre dosagem, modo e época de aplicação, adequação de brassinosteróide à cultura ou cultivar e associação com outros fitormônios, entre outros pontos, já que em outros países foram testados apenas em ensaios em casas de vegetação ou pequenos campos. Os resultados preliminares quanto aos acréscimos nos rendimentos de colheita aliados ao fato de serem facilmente metabolizados pelas plantas a substâncias atóxicas, como visto para o tomate e a serradela (Kolbe et al., 1994, 1996a, b; Hai et al., 1995, Hai et al., 1996, Schneider et al., 1994), tornam-nos promotores de crescimento ecologicamente seguros (Kovganko & Kashkan, 1991) e passíveis de uso agrícola extensivo.

 

7. Conclusão

 

Mesmo após cerca de vinte anos do isolamento do brassinolídeo (1) e dos demais brassinosteróides naturais, continuam a ocorrer esforços no sentido de isolá-los de outras espécies vegetais, de aprimorar métodos biológicos e físico-químicos para sua detecção, na elucidação de sua biossíntese e metabolismo e na prospecção de sua atividade biológica e uso agrícola.

A exploração da atividade fisiológica dos brassinosteróides (Sasse, 1997), a compreensão dos mecanismos moleculares de sua atividade (Clouse, 1997) e a síntese de brassinosteróides naturais e artificiais (Back et al., 1997) são outras áreas de intensa atividade cuja associação em breve permitirá um uso extensivo destas substâncias na agricultura, tendo em vista as suas características peculiares de potenciar o crescimento vegetal, promover acréscimos nos rendimentos de colheita, aumentar a resistência a doenças e estresses ambientais e de serem reguladores de crescimento vegetal ecologicamente seguros.

 

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