BRASSINOSTERÓIDES
Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de Recursos Genéticos
Vegetais,
Laboratório de Fitoquímica
Instituto Agronômico,
Caixa Postal 28, 13020-902, Campinas, SP
Versão atualizada
desta revisão, escrita em meados de 1998, pode ser encontrada em Zullo, M. A.
T., & Adam, G., 2002, Brassinosteroid phytohormones – structure,
bioactivity and applications, Brazilian Journal of Plant Physiology 14(3):
143-181
RESUMO
Brassinosteróides
são fitosteróides polioxigenados dotados de pronunciada atividade reguladora de
crescimento vegetal. Esta revisão cobre sua ocorrência natural, métodos
biológicos e cromatográficos para sua detecção, biossíntese e metabolismo,
atividade biológica, relação estrutura-atividade e perspectivas de uso agrícola.
Termos para
indexação: brassinolídeo, brassinosteróides.
ABSTRACT
Brassinosteroids are polyoxygenated phytosteroids that
show pronounced plant growth regulatory activity. This review covers their
natural occurence, biological and chromatographic methods for their detection,
biosynthesis and metabolism, biological activity, structure-activity
relationships and prospectives of agricultural uses.
1. Introdução
Desde a
década de 1930 pesquisadores do Ministério da Agricultura dos Estados Unidos
(USDA) verificaram que extratos de pólen promoviam crescimento vegetal
(Mandava, 1988). Mais tarde, Mitchell e colaboradores mostraram que extratos de
sementes imaturas de feijão promoviam o crescimento do primeiro internódio de
feijoeiro (Mitchell et al., 1951).
Na década
de 1960 o Ministério da Agricultura dos Estados Unidos iniciou um programa de
pesquisa destinado a encontrar novos hormônios vegetais, liderado por J. W.
Mitchell (Maugh II, 1981). Supôs-se que os pólens teriam uma elevada
concentração de hormônios e, portanto, neles haveria maior probabilidade de
encontrar novas substâncias fisiologicamente ativas.
Utilizando
o ensaio do segundo internódio de feijoeiro, foram testados cerca de 60 tipos
de pólen (Mandava & Mitchell, 1971): foi notado que os pólens de colza (Brassica
napus L.) e de amieiro (Alnus glutinosa L.) produziam uma resposta
surpreendente, que combinava alongamento (típica de giberelinas) com
entumescimento e curvatura do internódio tratado. Estes pesquisadores
propuseram que o pólen de colza contivesse um novo grupo de hormônios
lipídicos, a que chamaram brassina. Mandava, Mitchell e colaboradores relataram
a ocorrência de uma fração ativa da brassina contendo, predominantemente,
ésteres glicosídicos de ácidos graxos (Mandava & Mitchell, 1972; Mandava et al., 1973). Trabalho posterior mostrou que,
embora estes ésteres glicosídicos produzissem alongamento, não eram capazes de
reproduzir toda a resposta observada (Grove et
al., 1978). As brassinas, todavia, mostraram-se capazes de promover o
crescimento vegetal como um todo, aumentar o rendimento de colheita, a
eficiência de colheita e o vigor das sementes (Mitchell & Gregory, 1972),
bem como acelerar o crescimento (Gregory, 1981; Meudt et al., 1984).
Em 1975
o USDA iniciou um programa destinado a identificar e sintetizar os
princípios ativos das brassinas, avaliar seu efeito no aumento da produtividade
de algumas culturas (como trigo, milho, soja e batata), e avaliar as
propriedades reguladoras de crescimento dos princípios ativos em condições de
campo e estufa (Mandava, 1988).
Para isolar
os princípios ativos foram colhidas, de abelhas polinizando colza, 500 libras
de pólen, extraindo-se com isopropanol em partidas de 50 libras (Mandava
et al., 1978). O extrato foi partilhado
entre tetracloreto de carbono, metanol e água. A fração metanólica foi
cromatografada em uma série de colunas de sílica, reduzindo o material
biologicamente ativo a 100g. A purificação posterior, acompanhada pelo teste do
segundo internódio do feijoeiro, foi realizada por cromatografia em coluna e
cromatografia líquida de alta eficiência, resultando em 10 miligramas de
substância cristalina, denominada brassinolídeo (1,
Figura 1; Grove et al., 1979).
À época
chamou a atenção o brassinolídeo ser um fitosteróide dotado de atividade
promotora de crescimento vegetal mesmo em quantidades e concentrações
extremamente diminutas, apresentar uma função 6-oxo-7-oxalactona e dois grupos
de hidroxilas cis-vicinais, em C-2/C-3 e em C-22/C-23, e uma metila em
C-24 syn às hidroxilas.
Após as
primeiras sínteses químicas do brassinolídeo (Fung & Siddal, 1980; Ishiguro
et al., 1980, 1980), um grande esforço tem sido
realizado tanto na sua síntese quanto na de substâncias assemelhadas (os brassinosteróides),
no isolamento de novos brassinosteróides e na verificação de suas atividades
biológicas e aplicações na agricultura.
Nesta
revisão alguns termos serão utilizados como segue. O termo brassina
compreende uma mistura de lipídeos purificada do pólen de colza dotada de
atividade biológica característica (brassínica). A
expressão atividade brassínica (Mandava, 1988) denota a
ocorrência simultânea de alongamento, entumescimento, curvatura e ramificação
do internódio tratado no teste do segundo internódio de feijoeiro. Outros
testes que têm sido utilizados para mostrar a atividade brassínica são o da
inclinação da lâmina de arroz (Wada et al.,
1981; Wada et al., 1984), o do crescimento do epicótilo do feijão mungo
(Gregory & Mandava, 1982), o do primeiro internódio de feijoeiro (Meudt
& Thompson, 1983) e o do desenrolamento da folha de trigo (Wada et al.,
1985).
Outros
termos encontrados na literatura são brassinas artificiais, indicando
misturas sintéticas dotadas de atividade brassínica, e brassinosteróides
artificiais, indicando esteróides sintéticos que mostram semelhança
estrutural variada com os brassinosteróides naturais. No último caso pode haver
uma troca de classificação uma vez que em algumas ocasiões a síntese química de
determinado brassinosteróide antecipa o seu isolamento de fontes naturais.
Desde o
isolamento do brassinolídeo (1), uma série de brassinosteróides, mostrados
na Figura 1, foi isolada de diversos órgãos de plantas de diferentes famílias (Mandava, 1988; Adam & Marquardt, 1986; Singh &
Bhardwaj, 1986; Abreu, 1991; Takatsuto, 1994; Fujioka & Sakurai, 1997a).
Figura 1 - Brassinosteróides
naturais
As
características estruturais que se observam nestas substâncias são:
i)
anel A mono- a trioxigenado, com oxigenação sempre no carbono 3;
ii) junção trans entre os anéis A e B;
iii) anel B
apresentando as funções 6-oxo-7-oxalactona, 6-cetona ou saturado;
iv) anéis C
e D não-substituídos;
v) a cadeia
lateral se apresenta como de colestano, ergostano ou sitostano, diidroxilados em
C-22/C-23, com configuração 20b,22a,23a, e podendo apresentar
insaturação em C-24/C-28 e metilação em C-25.
Com
base nestas características considerar-se-iam brassinosteróides os (20b)-22a,23a-diidróxi-5a-colestanos 3-oxigenados (47,
Figura 2) alquil- e oxissubstituídos, naturais ou sintéticos, e como análogos
de brassinosteróides as substâncias que apresentem alguma semelhança
estrutural com as primeiras.
Figura 2 - Fórmula geral dos
brassinosteróides naturais
A
ocorrência natural dos brassinosteróides está descrita na Tabela 1, segundo a
fonte vegetal. Observa-se sua ocorrência em alga, pteridófita, gimnospermas e
angiospermas (mono- e dicotiledôneas), indicando uma provável distribuição
geral.
Tabela 1 - Ocorrência de
brassinosteróides naturais segundo a espécie vegetal
Espécie |
|
|
Brassinosteróides |
|
Alnus
glutinosa Gaertn. |
Betulaceae |
amieiro |
1, 8 |
Plattner et al., 1986 |
Apium
graveolens L. |
Umbelliferae |
salsão |
7 |
Schmidt et al., 1995c |
Arabidopsis
thaliana |
Cruciferae |
8, 24,
32, 40 |
Fujioka et al., 1996 |
|
Banksia grandis |
Proteaceae |
1, 8 |
cf. Takatsuto, 1994 |
|
Beta vulgaris L. |
Chenopodiaceae |
beterraba |
8, 13 |
Schmidt et al., 1994 |
Brassica
campestris var. pekinensis |
Cruciferae |
couve-da-China |
1, 2, 5,
8, 9, 12 |
Abe et al., 1982 Abe et al., 1983 Arima et al., 1984 Ikekawa
& Takatsuto, 1984 |
Brassica napus L. |
Cruciferae |
colza |
1, 8 |
Grove et al., 1979 Ikekawa et al., 1984 |
Cannabis sativa L. |
Cannabaceae |
cânhamo |
8, 25 |
Takatsuto et al., 1996b |
Cassia tora L. |
Leguminosae Papilionaceae |
mata-pasto |
1, 8, 12,
24, 25 |
Park et al., 1993a Park et al., 1994b |
Castanea
crenata Sieb. et Zucc |
Fagaceae |
castanheiro-do-Japão |
1, 8, 12,
32 |
Abe et al., 1983 Arima et al., 1984 Ikeda et al., 1983 Ikekawa et al., 1984 Yokota et al., 1982a |
Catharanthus roseus Don. |
Apocynaceae |
pervinca |
1, 8, 24,
25, 32, 40, 41, 62 (catasterona) |
Park et al., 1989 Choi et al., 1993 Choi et al., 1997 cf. Fujioka & Sakurai, 1997a |
Cistus
hirsutum |
Cistaceae |
1, 8 |
cf. Takatsuto, 1994 |
|
Citrus sinensis Osbeck |
Rutaceae |
laranja |
1, 8 |
Motegi et al., 1994 |
Citrus unshiu Marcov. |
Rutaceae |
1, 8, 24,
25 |
cf. Takatsuto, 1994 |
|
Cryptomeria
japonica D. Don. |
Taxodiaceae |
3 |
cf. Takatsuto, 1994 |
|
Cupressus
arizonica E. Greene |
Cupressaceae |
cipreste-do-Arizona |
1, 8,
9, 10, 24, 25, 32, 30, 40, 42 |
Griffiths et al., 1995 |
Diospyros kaki Thunb. |
Ebenaceae |
caqui |
8 |
cf. Takatsuto, 1994 |
Distylium
racemosum Sieb et Zucc. |
Hammamelidaceae |
1, 5, 8,
12, 30 |
Ikekawa et al., 1984; Abe et al., 1994 |
|
Dolichos lablab Adans. |
Leguminosae |
1, 3, 4,
5, 8, 10, 11, 32, 33 |
Baba et al., 1983 Yokota et al., 1982b Yokota et al., 1983b Yokota et al., 1984 |
|
Echium
piantagineum |
Boraginaceae |
1 |
cf. Takatsuto, 1994 |
|
Equisetum
arvense L. |
Equisetaceae |
5, 8, 10,
12 |
Takatsuto et al., 1990a |
|
Eriobottrya japonica Lindl. |
Rosaceae |
8 |
cf. Takatsuto, 1994 |
|
Erythronium japonicum Decne |
Liliaceae |
24 |
Yasuta et al., 1995 |
|
Eucalyptus calophylla |
Myrtaceae |
1 |
cf. Takatsuto, 1994 |
|
Eucalyptus marinata |
Myrtaceae |
10 |
cf. Takatsuto, 1994 |
|
Fagopyrum
esculentum Moench |
Polygonaceae |
trigo sarraceno |
1, 8 |
Takatsuto et al., 1990b |
Gingko biloba L. |
Gingkoaceae |
25 |
Takatsuto et al., 1996a |
|
Gypsophyla perfoliata L. |
Caryophyllaceae |
6 |
Schmidt et al., 1996 |
|
Helianthus annuus L. |
Compositae |
girassol |
1, 8,
12 |
Takatsuto et al., 1989 |
Hydrodiction reticulatum |
Hydrodictyaceae |
(alga) |
2, 9, 13 |
Yokota et al., 1987a |
Lilium elegans Thunb. |
Araceae |
lírio |
1, 8,
24, 25 |
Susuki et al., 1994b |
Lilium
longiflorum |
Araceae |
copo-de-leite |
1, 8, 24,
30, 43, 44 |
Abe et al., 1994 Asakawa et al., 1994 Asakawa et al., 1996 |
Lolium
perene L. |
Graminae |
azevém |
14 |
Taylor et al., 1993 |
Lycopersicon esculentum Mill. |
Solanaceae |
tomate |
8, 12,
32 |
Yokota et al., 1997 |
Ornithopus sativus Brot. |
Leguminosae Papilionaceae |
serradela |
8, 13,
32, 36, 37 |
Schmidt et al., 1993a Spengler et al., 1995 |
Oryza sativa L. |
Graminae |
arroz |
8, 10,
25, 26, 27, 32 |
Abe et al., 1984b Abe et al., 1995a Ikekawa & Takatsuto, 1984 Park et al., 1993c Park et al., 1994a |
Perilla frutescens |
Labiatae |
2, 8 |
Park et al., 1993b Park et al., 1994a |
|
Phalaris canariensis L. |
Poaceae |
8, 25 |
Shimada et al., 1996 |
|
Pharbitis purpurea Voigt |
Convolvulaceae |
8, 12 |
Suzuki et al., 1985 |
|
Phaseolus vulgaris L. |
Leguminosae Papilionaceae |
feijão |
1, 3, 8,
15, 16, 17, 18, 19, 20, 21, 22,
23, 28, 29, 32, 33, 35, 38, 39,
45, 46 |
Kim, 1988 Kim et al., 1988 Yokota et al., 1983c Yokota et al., 1987b |
Phoenix
dactilifera L. |
Arecaceae |
tamareira |
13 |
Zaki et al., 1993 |
Picea sitchensis (Bong.) Carr |
Pinaceae |
8, 24 |
Yokota et al., 1985 |
|
Pinus
silvestris |
Pinaceae |
1, 8 |
Kim et al., 1990 |
|
Pinus
thubergii |
Pinaceae |
8, 24 |
Yokota et al., 1983a |
|
Pisum
sativum L. |
Leguminosae
Papilionaceae |
ervilha |
7, 8 |
Yokota et al., 1996 |
Psophocarpus
tetragonolobus |
feijão alado |
1, 8,
9, 32, 34 |
cf. Takatsuto, 1994 |
|
Raphanus sativus L. |
Cruciferae |
rabanete |
1, 8, 27 |
Schmidt et al., 1991 Schmidt et al., 1993b |
Rheum
barbarum |
Polygonaceae |
8, 13 |
Schmidt et al., 1995a |
|
Robinia pseudo-acacia L. |
Fabaceae |
8, 32,
24 |
Abe et al., 1995b |
|
Secale cereale
L. |
Graminae |
centeio |
31 |
Schmidt et al., 1995b |
Solidago
altissima |
Compositae |
1 |
cf. Takatsuto et al., 1994 |
|
Sporolobus stapfianum |
Graminae |
1, 3, 8 |
Sasse et al., 1998 |
|
Thea sinensis |
Ternstroemiaceae |
chá |
1, 8, 9,
12, 24, 25 |
Abe et al., 1983 Abe et al., 1984a Ikekawa
& Takatsuto, 1984 Morishita
et al., 1983 |
Triticum
aestivum L. |
Graminae |
trigo |
1, 8, 9,
24, 25, 32, 30, 42 |
Yokota et al., 1994 |
Tulipa
gesneriana L. |
Liliaceae |
tulipa |
24 |
cf. Takatsuto, 1994 |
Typha latifolia Mey. |
Typhaceae |
taboa |
24 |
Schneider et al., 1983 |
Vicia faba L. |
Leguminosae
Papilionaceae |
feijão fava |
1, 6,
8, 12 |
Ikekawa et al., 1988 Park et al., 1988 Park & Hyun, 1987 |
Zea mays L. |
Graminae |
milho |
8, 12,
24, 25, 32 |
Park et al., 1995 Suzuki et al., 1986 |
A
literatura registra ainda a ocorrência dos 2-desoxibrassinosteróides 48-50
(Figura 3), de estrutura incompletamente elucidada, isolados do extrato
biologicamente ativo de sementes imaturas de feijão (Kim et
al., 1994).
Figura 3 - Brassinosteróides
de estrutura não completamente elucidada
3. Detecção e análise
cromatográfica de brassinosteróides
Devido à
diminuta quantidade em que os brassinosteróides ocorrem nos vegetais, entre
10-100mg/kg em pólen, entre 1-100mg/kg em sementes imaturas e entre 10-100ng/kg
em brotos e folhas (Adam & Marquardt, 1986; Mandava,
1988; Takatsuto, 1994), foram desenvolvidos alguns métodos seguros para sua detecção
e identificação, uma vez que seu isolamento seria extremamente moroso e
dispendioso.
A detecção
de brassinosteróides se fez inicialmente pelo teste do segundo internódio do
feijoeiro, sendo gradualmente substituído pelo teste da inclinação da lâmina de
arroz (Wada et al., 1981, 1984; Kim et
al., 1990; Takeno & Pharis, 1982) e o do desenrolamento da folha de
trigo (Wada et al., 1985; Takatsuto, 1994), tendo menor utilização os
métodos imunológicos (Horgen et al., 1984; Yokota et al., 1990;
Schlagenhaufer et al., 1991; Taylor et al., 1993).
Dada a
pequena quantidade de brassinosteróides presentes em vegetais, logo se
desenvolveu um micrométodo tanto para triagem como quantificação (Takatsuto et al., 1982), que consiste em reagir o
brassinosteróide com ácido metanoborônico, resultando em seu metano- ou
bismetanoboronato (e.g. 51 para o bismetanoboronato do brassinolídeo,
Figura 4). Eventual hidroxila isolada, como no caso do 22a,23a-diidroxicolesterol, é
trimetilsililada após boronação, resultando em derivados como 52. Os
derivados obtidos são analisados por cromatografia de gases, tanto em coluna
empacotada quanto capilar, com tempos de retenção muito sensíveis a variações
nas estruturas dos brassinosteróides. Os boronatos obtidos são analisados por
espectrometria de massas, com ionização por impacto eletrônico
ou química, podendo ainda ser utilizado monitoramento de íons, devido à
regularidade dos padrões de fragmentação dos diversos tipos de brassinosteróides.
O método tem sido utilizado costumeiramente na detecção de brassinosteróides,
de vez que seu limite de detecção é inferior a 10pg (Ikekawa & Takatsuto,
1984; Ikekawa et al., 1984; Takatsuto,
1994).
Figura 4 - Derivados de
brassinosteróides para cromatografia de gases/espectrometria de massas
A
cromatografia líquida de alta eficiência, utilizando colunas de fase reversa, é
menos sensível para a detecção e quantificação de brassinosteróides, com o
limite de detecção situado na faixa de 25-100pg, porém com linearidade de
resposta na faixa de 25pg-40ng, nos casos mais favoráveis, e precisão em torno
de 3%. Novamente se fazendo uso das hidroxilas vicinais em 2a,3a e 22a,23a utilizaram-se os ácidos a-naftilborônico (Gamoh et al., 1988),
9-fenantrilborônico (Takatsuto et al., 1989, 1990b),
1-cianoisoindolil-2-m-fenilborônico (Gamoh et al., 1989),
dansilaminofenilborônico (Gamoh et al., 1990a) , m-aminofenilborônico
(Gamoh et al., 1992) e ferrocenilborônico (Gamoh et al., 1990b)
para obter quantitativamente os derivados 53-57 (Figura 5). Os
naftilboronatos 53 são adequados para detecção por ultravioleta, com
absorção máxima a 280nm e limite de detecção de 100pg, os ferrocenilboronatos 57
são indicados para detecção eletroquímica com limite de detecção de 50pg,
enquanto os boronatos 54-57 são indicados para detecção
fluorimétrica com limites de detecção respectivos de 50pg, 20pg e 25pg. Estes
métodos também têm sido utilizados para a identificação e quantificação de
brassinosteróides em plantas (Takatsuto et
al., 1989, 1990a, b; Gamoh & Takatsuto, 1994; Motegi et al.,
1994).
Figura 5 - Derivados de brassinosteróides
para cromatografia líquida de alta eficiência
4. Biossíntese e metabolismo
de brassinosteróides
A
elucidação da biossíntese e do metabolismo de brassinosteróides é importante
para a determinação de quais são suas formas biologicamente ativas e para a
compreensão de como os seus níveis endógenos são regulados para promoverem o
crescimento e desenvolvimento adequados.
Os
brassinosteróides devem ser obtidos pelas plantas a partir de outros de seus
fitosteróides, como sitosterol e campesterol. O sistema mais comumente
utilizado para o estudo da biossíntese de brassinosteróides é o da cultura de
células de Catharantus roseus (pervinca), onde o campesterol é o
principal fitosteróide presente. Neste caso foi verificado que a biossíntese de
brassínolídeo (1) se inicia pela redução de campesterol (58) a
campestanol (59), que é oxidado a 6a-hidroxicampestanol (60) e este a 6-oxocampestanol (61;
Suzuki et al., 1995a). Experimento paralelo demonstrou que a catasterona
(62) é um precursor biossintético de tifasterol (24) e teasterona
(25; Fujioka et al., 1995), porém
não se pôde demonstrar a conversão de 6-oxocampestanol (61) a
catasterona (62) ou a teasterona (25; Fujioka et al.,
1995; Suzuki et al., 1995b; Fujioka & Sakurai, 1997b). Pôde-se
verificar que teasterona (25) e tifasterol (24) são
interconversíveis em pervinca, fumo e tomate e que tifasterol (24) é
oxidado a castasterona (8) e esta a brassinolídeo (1) (Suzuki et al., 1994a, 1995a). Em pervinca, fumo e
arroz, a castasterona (8) também dá origem à
3-epicastasterona (17) (Suzuki et al., 1995a). Como resultado,
uma provável rota biossintética do brassinolídeo (1) é a mostrada na
Figura 6. Devido à conversão inicial do campestanol (59) a 6a-hidroxicampestanol (60),
esta rota é denominada via de oxidação precoce em C-6 (Fujioka & Sakurai,
1997a, 1997b).
Figura 6 - Biossíntese de
brassinolídeo (1) via oxidação precoce em C-6
Os
6-desoxobrassinosteróides, devido à sua pequena atividade biológica, foram
inicialmente considerados produtos de inativação dos 6-cetobrassinosteróides. À
medida que passaram a ser encontrados em inúmeras espécies e, em boa parte
delas, observar-se a constância do par 6-desoxocastasterona (32)/castasterona (8), surgiu a hipótese de os
6-desoxobrassinosteróides poderem ser precursores biossintéticos de
6-cetobrassinosteróides. Em culturas de células e em plântulas de pervinca,
fumo e arroz observou-se a conversão de 6-desoxocastasterona (32) a
castasterona (8) (Choi et al.,
1996). Em culturas de células de pervinca observou-se também a presença de 6-desoxotifasterol
(40) e de 6-desoxoteasterona (41), tendo-se verificado, pelo uso
de precursores marcados, as conversões de 6-desoxoteasterona (41) a
3-desidro-6-desoxoteasterona (42), desta a 6-desoxotifasterol (40),
a 6-desoxocastasterona (32) e a castasterona (8), como mostrado
na Figura 7, denominada via de oxidação tardia em C-6 (Choi et
al., 1997). Pôde-se observar que ambas as vias de oxidação precoce e tardia
em C-6 operam simultaneamente, porém não ocorrem as conversões de
6-desoxoteasterona (41), 3-desidro-6-desoxoteasterona (42) e
6-desoxotifasterol (40) às suas 6-cetonas respectivas, não estando ainda
claro como ocorre a conversão de campestanol (59)
a 6-desoxoteasterona (41).
Figura 7 - Biossíntese de
brassinolídeo (1) via oxidação tardia em C-6
O
metabolismo de brassinosteróides tem sido mais exaustivamente estudado em
culturas de células de tomate e de serradela.
Em tomate,
24-epicastasterona (13, Figura 8) sofre hidroxilação seguida de
glicosilação em C-25 ou C-26 produzindo 63 e 64, ou é
desidrogenada a 3-desidro-24-epicastasterona (65), que é reduzida a
3,24-diepicastasterona (18). Esta, por sua vez, pode ser 2- ou
3-glicopiranosilada produzindo 66 e 67 ou hidroxilada em C-25
resultando em 25-hidróxi-3,24-diepicastasterona (68; Hai et al., 1996).
Figura 8 - Metabolismo de
24-epicastasterona (13) por cultura de células de L. esculentum.
Já o
24-epibrassinolídeo (6, Figura 9) foi
transformado nos 25- e 26-glicopiranosídeos 69 e 70, enquanto
25-hidróxi-24-epibrassinolídeo (71) foi transformado exclusivamente no
25-glicosídeo 69 por culturas de células de tomate (Schneider et al.,
1994; Hai et al., 1995).
Figura 9 - Metabolismo de
24-epibrassinolídeo (6) por células de L. esculentum.
A suspensão
de cultura de células de tomate converte parcialmente 24-epiteasterona, um
precursor hipotético na biossíntese de 24-epibrassinolídeo (6) a dois
glicosídeos, 24-epiteasterona-3-O-b-D-glicopiranosil-(1®6)-b-D-glicopiranosídeo e 24-epiteasterona-3-O-b-D-glicopiranosil-(1®4)-b-D-galactopiranosídeo (Kolbe et al., 1997).
Em culturas
de células de serradela a 24-epicastasterona (13, Figura 10) foi
degradada a 2a,3b,6b-triidróxi-5a-pregnano-20-ona (72), verificando-se, posteriormente,
produzir os ésteres graxos 73-75 (Kolbe et al., 1994,
1996b). O processo se passa (Kolbe et al.,
1996a) com a transformação de 24-epicastasterona (13) a
3,24-diepicastasterona (18) e esta a 20R-hidróxi-3,24-diepicastasterona
(76), que é oxidada à pregnanodiona 77 e reduzida ao triol 72.
Figura 10 - Metabolismo de
24-epicastasterona (13) por cultura de células de O. sativus.
Neste mesmo
sistema o 24-epibrassinolídeo (6, Figura 11) é
transformado em 2a,3b-diidróxi-B-homo-7-oxa-5a-pregnano-6,20-diona (78) (Kolbe et al., 1994),
nos ésteres graxos 79-81 (Kolbe et al., 1996b) e em
25-hidróxi-3,24-diepibrassinolídeo (82) e 20R-hidróxi-3,24-diepibrassinolídeo
(83), através da conversão inicial de 24-epibrassinolídeo (6) a
3,24-diepibrassinolídeo (84) (Kolbe et al., 1996a).
Figura 11 - Metabolismo de
24-epibrassinolídeo (6) por cultura de células de O. sativus.
A incubação
de 24-epibrassinolídeo (6) e de 24-epicastasterona (13) com o
fungo Cunninghamella echinulata produz o 12b-hidróxi-24-epibrassinolídeo (85) e a 12b-hidróxi-24-epicastasterona (86) (Voigt et al., 1993), respectivamente (Figura 12).
Figura 12 - Transformações
de brassinosteróides por fungos
Já o
análogo 2a,3a-diidróxi-6-cetocolestano (87), sob ação do fungo Mycobacterium
vaccae, produziu a 2a,3a,6a-triidróxi-5a-androstano-17-ona (88) e a 2a-hidróxi-4-androsteno-3,17-diona (89) (Volbrodt et
al., 1991; Figura 12).
5. Atividade biológica e relação
estrutura-atividade
A atividade
biológica dos brassinosteróides foi inicialmente acompanhada pelos testes do
segundo internódio do feijoeiro (Mandava,
1988; Grove et al., 1979; Thompson et al., 1981, 1982). Neste
ensaio não se detectam auxinas e citocininas, enquanto as giberelinas provocam
alongamento dos internódios tratado e superiores. Os brassinosteróides provocam
alongamento e divisão celulares, resultando em alongamento, entumescimento,
curvatura e ramificação do internódio tratado: estas alterações morfológicas
são dependentes da concentração.
O ensaio do
primeiro internódio de feijoeiro, utilizado para avaliar o crescimento induzido
por auxinas, também foi empregado inicialmente para avaliar a relação
estrutura-atividade de brassinosteróides (Mandava,
1988; Meudt & Thompson, 1983; Thompson et al., 1982; Fuendjiep et
al., 1989).
O bioensaio
da inclinação da lâmina de arroz, baseado em teste desenvolvido por Maeda
(Maeda, 1965) para a detecção de auxinas, foi modificado por Wada e
colaboradores para a detecção de brassinosteróides (Wada et
al., 1981, 1984). Enquanto o teste responde para ácido indolilacético a um
limite de detecção de 50ppm, para o brassinolídeo este limite é de 0,5ppb e para o homobrassinolídeo é de 5ppb. Modificação
posterior, empregando lâminas de arroz pré-sensibilizadas com ácido
indolilacético, trouxe o limite de detecção do brassinolídeo para 0,1ppb (Takeno & Pharis, 1982). Este teste tem sido
considerado específico para brassinosteróides e utilizado para realizar a
detecção e acompanhamento da purificação destas substâncias.
O bioensaio
do desenrolamento da folha de trigo, introduzido em 1985, responde a
brassinolídeo (1) e a castasterona (8) a um limite de 0,5ng/ml,
com desenrolamento completo a concentrações de brassinolídeo (1) igual
ou maiores do que 10ng/ml. Neste teste o ácido giberélico e citocininas
produzem leve efeito entre 0,1-10mg/ml e a zeatina causa de leve a completo
desenrolamento entre 1ng-1mg/ml, enquanto o ácido abscísico, o ácido
indolilacético e a indolilacetonitrila inibem o desenrolamento (Wada et al., 1985).
Outros
ensaios têm sido utilizados menos freqüentemente para avaliar a relação
estrutura-atividade dos brassinosteróides, como os do alongamento dos
epicótilos de feijão mungo (Gregory & Mandava,
1982), do alongamento dos hipocótilos de rabanete (Takatsuto et al.,
1983b, 1984) e de tomate (Takatsuto et al., 1983b), e da produção de
etileno induzida por auxinas em segmentos estiolados de feijão mungo (Arteca et
al., 1985).
Ainda que
os ensaios biológicos anteriormente citados não sejam equivalentes, permitiram
estabelecer relações estrutura-atividade relativamente seguras (Mandava,
1988; Adam & Marquardt, 1986; Singh & Bhardwaj, 1986; Abreu, 1991), com
o auxílio de uma série de brassinosteróides artificiais.
De um modo
geral, os brassinosteróides mais potentes são os do tipo 6-oxo-7-oxalactonas,
seguidos das 6-cetonas e dos 6-desoxobrassinosteróides, praticamente inativos (Mandava, 1988).
Modificações
na estrutura da lactona para éter, tialactona, lactama, 6-oxa-7-oxolactona,
6-aza-7-oxalactona e 6-aza-7-tiolactona (Kishi et
al., 1986; Takatsuto et al., 1987, Okada & Mori,
1983a) reduzem dramaticamente a atividade do brassinosteróide (e.g.
brassinolídeo (1) (10.000) » homobrassinolídeo (2, » 10.000) >
6-desoxo-homobrassinolídeo (90, 100) » 7-aza-homobrassinolídeo (91,
100) > 7-tia-homobrassinolídeo (92, 10), enquanto
6-oxa-7-oxo-homobrassinolídeo (93) tem cerca de 1% da atividade do
homobrassinolídeo (2) (Takatsuto et al., 1987) e
6-aza-7-oxo-homobrassinolídeo (94) (Anastasia et al., 1984) e
6-aza-7-tia-homobrassinolídeo (95) são inativos (Okada & Mori,
1983b). Ao se passar da lactona para a 6-cetona, observa-se que a atividade
brassínica decresce de 100% para 50% no par brassinolídeo (1)/castasterona
(8) (Takatsuto et al., 1983a) no ensaio da inclinação da lâmina
de arroz, enquanto a 24-epicastasterona (13) é cerca de 3 vezes mais
ativa que a castasterona (2) no teste do segundo internódio do feijoeiro
(Thompson et al., 1982). A introdução de uma dupla ligação em C-7/C-8 na
24-epicastasterona (13) reduz em cerca de dez vezes a atividade
biológica (Takatsuto et al., 1987) da 7-desidro-24-epicastasterona (96)
enquanto no par 22,23,24-triepicastasterona (97)/7-desidro-22,23,24-triepicastasterona
(98) a atividade decresce cerca de cem vezes. A introdução de uma
hidroxila em 5a diminui a atividade em cerca de
1000 vezes ao se passar de 7-desidro-24-epicastasterona (96) para
7-desidro-5a-hidróxi-24-epicastasterona (99)
e cerca de 100 vezes no par 7-desidro-22,23,24-triepicastasterona (98)/7-desidro-5a-hidróxi-22,23,24-triepicastasterona (100) (Takatsuto et
al., 1987). A ausência de função oxigenada no anel B diminui sensivelmente
a atividade brassínica, como o caso da 6-desoxocastasterona (32) que
apresenta apenas 1% da atividade da castasterona (2) (Yokota et al.,
1983c) (v. estruturas na Figura 13).
Figura 13
O efeito de
substituintes no anel A foi estudado com detalhes (Takatsuto et
al., 1987) na série do homobrassinolídeo (2): a mudança
das hidroxilas de 2a,3a para 3a,4a seja no homobrassinolídeo (2) seja no
6-oxa-7-oxo-homobrassinolídeo (93) reduz a atividade biológica das
substâncias (101) e (102), em relação aos regioisômeros (2)
e (93), em 1 ordem de grandeza. O 2-desóxi-homobrassinolídeo (103)
é cerca de 100 vezes menos ativo que o homobrassinolídeo (2), enquanto o
homotifasterol (26) é cerca de dez vezes menos que a etilbrassinona (9).
Seus 3b-isômeros
3-epi-2-desóxi-homobrassinolídeo (104) e homoteasterona (27) são
uma ordem de grandeza menos ativos que o homobrassinolídeo (2) e a
etilbrassinona (9), respectivamente (concordantemente, 2-desóxi-25-metildolicolídeo
(48), 2-desóxidolicosterona (49) e 2-desóxi-24-etilbrassinona (50)
mostram pequena atividade biológica; Kim et al., 1994). Enquanto o
3-desidro-2-desóxi-homobrassinolídeo (105) e o
2,3-didesóxi-homobrassinolídeo (106) são cerca de dez vezes menos ativos
que o homobrassinolídeo (2), a 3-desidro-homoteasterona (107) e a
2,3-didesoxi-homoteasterona (108) são respectivamente dez e cem vezes
menos ativos que a etilbrassinona (9). Mais recentemente, verificou-se
que a 3-desidroteasterona (30), a secasterona (31) e a
2,3-diepissecasterona (109) mostram, respectivamente, 74%, 59% e 89% da
atividade da 24-epicastasterona (13) no ensaio da inclinação da lâmina
de arroz (Voigt et al., 1995) (v.
estruturas na Figura 14).
Figura 14
Embora
brassinosteróides de configuração 5b não tenham sido isolados de fontes naturais, foram
inicialmente sintetizados visando uma possível atividade antinutricional para
insetos (Brosa et al., 1994). A exploração da relação
estrutura-atividade de brassinosteróides utilizando o bioensaio da lâmina de
trigo, empregando o cultivar Bahia e uma única concentração de brassinosteróide
a 1mg/segmento, mostrou que tanto o homobrassinolídeo (2) quanto o 2,3,5-triepi-homobrassinolídeo (110) apresentam 87%
da atividade do brassinolídeo (1). Ao se mudar a configuração da cadeia
lateral para 22b,23b a atividade do 22,23-diepi-homobrassinolídeo (111) é
cerca de 2 vezes maior que a do 2,3,5,22,23-pentaepi-homobrassinolídeo (112;
14% e 6%, respectivamente). Na série 6-cetônica a etilbrassinona (9)
apresenta 97% da atividade do brassinolídeo (1), enquanto a 2,3,5-triepietilbrassinona (113) apenas 51%. Com os
isômeros 22b,23b a situação na série cetônica é semelhante à da série
lactônica, com as atividades da 22,23-diepietilbrassinona (114) e da
2,3,5,22,23-pentaepietilbrassinona (115) da ordem de 17% e 7% da
atividade do brassinolídeo (1), respectivamente (Brosa et al.,
1996) (v. estruturas na Figura 15).
Figura 15
Aparentemente
um maior número de trabalhos explorou a relação entre a estrutura da cadeia
lateral e a atividade brassínica. Quanto ao substituinte em C-24, para os 22a,23a-brassinosteróides,
a ordem de reatividade é brassinolídeo (1) > 24-epibrassinolídeo (6)
> homobrassinolídeo (2) > 24-epi-homobrassinolídeo (116)
> dolicolídeo (3) > homodolicolídeo (4) >
28-norbrassinolídeo (5) , ordem decrescente que se observa também na
série das 6-cetonas nos testes do segundo internódio de feijoeiro (Mandava,
1988) e da inclinação da lâmina de arroz (Takatsuto et al., 1983a). A
introdução de uma metila em C-25 potencia a atividade em uma ordem de grandeza,
ao menos nos pares brassinolídeo (1)/25-metilbrassinolídeo
(117) e dolicosterona (10)/25-metildolicosterona (15)
(Mori & Takeuchi, 1988), enquanto a retirada da metilas em C-25,
resultando no 26,27-bisnorbrassinolídeo (118) ou na
26,27-bisnorcastasterona (119) não afeta a atividade biológica no ensaio
da inclinação da lâmina de arroz (Takatsuto et al., 1984). Em contraste,
o 26,28-bisnorbrassinolídeo (120) e a 26,28-bisnorcastasterona (121)
se mostram ativos a apenas 10mg/plântula contra atividade a 0,01mg/plântula para o brassinolídeo (1) e 0,1mg/plântula
para a castasterona (8) (Thompson et al., 1982). À medida que se
diminui o tamanho da cadeia lateral diminui também a atividade biológica: assim
a bisnorcolanolactona (122) e a androstanolactona (123) mostram
apenas 2% e 0,001% da atividade do brassinolídeo (1), respectivamente
(Kondo & Mori, 1983) (v. estruturas na Figura 15). 21-Carboxipregnanolactonas
(Cerný et al., 1987) e
22-alcoxibisnorcolanolactonas (Kerb et al., 1983) também mostram
atividade biológica (v. estruturas na Figura 16).
Figura 16
Quanto às
hidroxilas da cadeia lateral, aquelas em configuração 22a,23a são mais
ativas que as em 22b,23b, tanto para cetonas quanto para lactonas, independentemente
do teste utilizado (Takatsuto et al., 1983a, 1987; Thompson et al.,
1979, 1981, 1982). Ao se conjugar, todavia, com o alquil substituinte em C-24 a
ordem de atividade relativa varia com o substituinte, com a estrutura do anel B
e o ensaio utilizado: mesmo assim os isômeros 22a,23a,24a são sempre os mais ativos (Takatsuto et al., 1983a;
Thompson et al., 1981, 1982). Os 22a,23b- ou 22b,23a-brassinosteróides mostram
pequena atividade biológica (Takatsuto et al., 1983a, b; Fuendjiep et
al., 1989). A eliminação de uma hidroxila, como no
23-desóxi-28-norbrassinolídeo (124) diminui a atividade biológica
(Takatsuto et al., 1983b; Kondo &
Mori, 1983) (a exemplo do que ocorre com a catasterona (62) (Fujioka et
al., 1995) e a colestanolactona 125 (Takematsu, 1982), chegando a
ser suprimida com a eliminação das 2 hidroxilas da cadeia lateral (Takatsuto et
al., 1983; Thompson et al., 1982; Kondo & Mori, 1983). A
glicosilação da hidroxila na cadeia lateral, como a do brassinolídeo para
produzir o glicosídeo 126, é considerada um importante mecanismo de
desativação dos brassinosteróides (Suzuki et al., 1993) (v. estruturas
na Figura 17).
Figura 17
A
literatura registra ainda, como possuindo atividade brassínica, uma série de
análogos de brassinosteróides, como 17-ésteres de androstanolactonas (Kohout,
1989), a 2a,3a,17b-triidroxi-5a-androstano-6-ona (Gaudinova et al., 1995),
hemiésteres, ortoésteres e cetais de 2a,3a-colestanodiol (Kerb et al., 1982a), 22-éteres da
lactona 122 (Kerb et al., 1983), ésteres de homobrassinolídeo
(Kerb et al., 1982b) e 2-desoxibrassinosteróides (Abe & Yuya, 1993).
Também foram preparados os análogos de brassinosteróides 127-136
(v. Figura 18) das séries espirostano (Marquardt et
al., 1989; Arteaga et al., 1997), espirossolano (Quyen et al.,
1994a), epiminocolestano (Quyen et al., 1994a) e solanidano (Quyen et
al., 1994b), dos quais 127 - 130 são ditos possuirem
atividade biológica (Marquardt et al., 1989; Arteaga et al.,
1997).
Figura 18
Os dados
acima sugerem que um brassinosteróide se ligue a seu receptor através de 3 pontos: as 2a,3a-hidroxilas do anel A (Wada & Marumo, 1981), a lactona do
anel B e as 22a,23a-hidroxilas
da cadeia lateral (Kishi et al., 1986). Considerou-se anteriormente que
a afinidade do receptor às 2a,3a-hidroxilas fosse maior do
que às 22a,23a-hidroxilas,
já que as variações na configuração da cadeia lateral causam menos impacto à
atividade brassínica do que as variações estruturais no anel A (Takatsuto et
al., 1983b). Estudos recentes de relações estrutura-atividade quantitativas
indicam no entanto que as configurações 2a,3a e 22a,23a contribuem respectivamente
com 25% e 35% do total da atividade brassínica (Brosa et al., 1996).
Em resumo,
para a exibição de máxima atividade brassínica, um brassinosteróide deve
apresentar: i) uma função 6-oxo-7-oxalactona; ii)
hidroxilas vicinais 2a, 3a; iii) hidroxilas vicinais 22a, 23a; iv) substituinte 24a-alquil
(metil ou etil); v) dimetil ou trimetil substituinte em C-25.
6. Perspectivas de uso agrícola
Logo ao
início dos trabalhos de isolamento de brassinosteróides, as brassinas se
mostraram capazes de promover o crescimento vegetal como um todo (Mitchell
& Gregory, 1972), bem como sua aceleração (Gregory, 1981, Braun & Wild,
1984, Meudt et al., 1984).
Com o
isolamento do brassinolídeo (1) e a síntese de uma série de análogos, os
brassinosteróides se mostraram úteis no aumento da produção agrícola: com o uso
de brassinolídeo a produção de feijão, em massa de grãos por planta, aumentou
de 45% a 51% e a de duas variedades de alface em torno de 25% (Meudt et al., 1983).
Em arroz,
tratamento das plântulas com solução de brassinolídeo (1) a 5ppm causou
aumento de 22% na massa fresca e 31,5% na massa seca de grãos por planta na
variedade Taebaik (Lim, 1987). Foi relatado também aumentar a velocidade de
crescimento da planta, o tamanho da raiz, a massa seca da haste e da raiz (Kim
& Sa, 1989), reduzir a fitotoxicidade de 2,4-D e butaclor às plântulas
(Choi et al., 1990) e aumentar a
porcentagem de grãos maduros no cultivo a baixa temperatura (Irai et al.,
1991).
Em cevada
(cv. Nosovsky 9), brassinolídeo (1),
homobrassinolídeo (2) e 24-epibrassinolídeo (6) aumentaram a
atividade de a-amilase no endosperma, a massa de
grãos por espigueta, a massa de 1000 grãos e a produção, além de aumentarem o
diâmetro do caule e sua rigidez, provocando maior resistência da planta ao
acamamento (Prusakova et al., 1995).
Em milho
(cv. Kwangok) o peso fresco de espigas aumentou em torno de 7% e o peso seco de
grãos entre 11% e 14% com o uso de brassinosteróides, enquanto no cultivar
Danok 1 o efeito foi depressivo (Lim & Han, 1988).
A aplicação
de 24-epibrassinolídeo (6) ou de 22,23,24-trisepibrassinolídeo
(141, Figura 20) em trigo provocou acréscimos de 25-33% no peso da
panícula, de 4-37% no peso da semente e diminuiu em 25-62% o tamanho da parte
estéril da espigueta (Takematsu et al., 1988).
Figura 20
Experimentos
realizados no Instituto Agronômico (Zullo, resultados não publicados) com
24-epibrassinolídeo (6), 24-epicastasterona (13), 22,23,24-trisepibrassinolídeo (118) e
22,23,24-trisepicastasterona (98) permitiram observar acréscimos na
produção de trigo (em até 18% na massa de grãos por espigueta), de soja (até
22% na massa de grãos por planta) e de feijão (de até 83% na massa de grãos por
planta no cultivar Carioca-80).
Aplicação
de 24-epibrassinolídeo (6) a 1ppb aumentou o crescimento das raízes de
grão-de-bico cv. Pusa 256 em 25% (Singh et
al., 1993). Já a aplicação de 24-epibrassinolídeo (6) em três
cultivares de grão-de-bico provocou aumentos no rendimento de sementes, no
índice de colheita, na massa seca de 100 grãos e nos teores de proteínas e
açúcares solúveis dos grãos (Ramos, 1995; Ramos et
al., 1995, 1997). Neste caso o rendimento de sementes (em kg/ha) chegou a
aumentar 86%, 61% e 76% para os cultivares IAC Índia-4, IAC Marrocos e IAC
México, respectivamente.
Em café (Coffea
arabica L.) a aplicação de 24-epibrassinolídeo (6) ou
24-epicastasterona (13) não teve qualquer efeito significativo sobre a
produção, o estabelecimento de frutos ou seu tamanho (Mazzafera & Zullo,
1990). Calos de Coffea stenophylla cresceram até 237% entre 60 e 130
dias de cultivo em presença de 24-epibrassinolídeo (6), contra
crescimento de 49% para tratamento sem uso desta substância (Ramos et al., 1987).
Em batata
verificou-se que o brassinolídeo (1) facilita o desenvolvimento dos
tubérculos, inibe sua germinação durante o armazenamento e aumenta a
resistência a infecções por Phytophthorainfestans e Fusarium
sulfureum (Kazakova et al., 1991).
O
homobrassinolídeo (2) e seu 22,23-bisepímero 111 provocaram um
aumento de 5-24% no tamanho e de 23-59% no peso fresco da planta de feijão azuki,
bem como acréscimos de 3-30% no tamanho e de 8-28% na massa fresca de plantas
de colza. A aplicação de 22,23,24-trisepi-homobrassinolídeo
(111) aumentou em 43-111% a frutificação do tomate, enquanto com
homobrassinolídeo (2) este acréscimo se situou entre 118-129% (Mori et
al., 1986).
Em laranja
a aplicação de brassinolídeo (1) durante a floração aumentou o pegamento
de frutos, enquanto aplicado durante o crescimento dos frutos diminuiu sua
queda fisiológica, ocasionando um aumento do número de frutos por planta,
acompanhado de aumento do peso médio dos frutos e da razão brix/acidez. O
aumento do pegamento de frutos ou a diminuição de sua queda fisiológica também
foi observado em limão, pêssego e maçã. Nesta última ainda se observou aumento
do diâmetro lateral do fruto e de sua firmeza. Em Citrus unshiu
se observou aumento da produção de suco e da razão brix/acidez (Kuraishi et al., 1991). Em cunquate (Citrus
madurensis Lour.) o brassinolídeo (1) retardou a abcisão dos frutos
(Iwaori et al., 1990).
A aplicação
dos éteres 142 e 143 (Figura 20), ativos no ensaio do segundo
internódio de feijoeiro, causou aumento do comprimento das folhas e do diâmetro
lateral de beterraba (Kerb et al., 1986).
Alguns
brassinosteróides, sintetizados visando a maior durabilidade no campo, também
se mostraram preliminarmente úteis na agricultura. Assim os
fenilbrassinosteróides 144-146 (Figura 20) causaram aumentos de
14-15% no tamanho e de 21-26% na massa de plantas de milho, enquanto sob choque
térmico de baixa temperatura a massa de plantas de milho aumentou de 23-36%
(Hayashi et al., 1989). A lactona 147
(Figura 20), intermediária na síntese de homobrassinolídeo (2), causou
aumentos de 13-22% na massa fresca da raiz de raiz forte, de 11-22% na massa de
grãos de trigo, de 9-18% na massa de cachos de uva, de 11-18% na massa de
bulbos frescos de cebola e de 21-22% na massa de plantas de arroz (Kamuro et al., 1990). Já os epóxidos 148
(Figura 20) aumentaram o tamanho das plantas de soja e de milho e o peso seco
de sementes de milho (Takatsuto et al.,
1990c).
Os
brassinosteróides podem ser misturados a diluentes sólidos (como talco, mica,
terra diatomácea e caulim), pastosos (como lanolina) ou líquidos (geralmente
água ou misturas hidroalcoólicas) para serem utilizados como pós, grânulos,
tabletes, pastas, suspensões, soluções, na presença ou não de emulsificantes
que auxiliem a homogenização da preparação. A aplicação pode ser realizada por
aspersão, espalhamento, cobertura ou deposição sobre a planta ou seus órgãos
(como folhas, flores, caules, frutos, sementes) ou sobre o solo. A quantidade
de brassinosteróide a ser aplicada depende do brassinosteróide, da preparação
utilizada e sua forma e freqüência de aplicação, do tipo de planta a ser
tratada e do efeito desejado. Em geral a concentração de brassinosteróide
empregada se situa entre 1 e 100ppm, podendo ser
aplicado junto com outros reguladores de crescimento, fertilizantes,
herbicidas, inseticidas e outros adjuvantes (Mori, 1984).
Embora os
brassinosteróides, como o 24-epibrassinolídeo (6), já sejam
comercialmente disponíveis e utilizados nas agriculturas chinesa e russa
(Ikekawa, comunicação pessoal), ainda há necessidade de estudos mais acurados
sobre dosagem, modo e época de aplicação, adequação de brassinosteróide à
cultura ou cultivar e associação com outros fitormônios, entre outros pontos,
já que em outros países foram testados apenas em ensaios em casas de vegetação
ou pequenos campos. Os resultados preliminares quanto aos acréscimos nos
rendimentos de colheita aliados ao fato de serem facilmente metabolizados pelas
plantas a substâncias atóxicas, como visto para o tomate e a serradela (Kolbe et al., 1994, 1996a, b; Hai et al.,
1995, Hai et al., 1996, Schneider et al., 1994), tornam-nos
promotores de crescimento ecologicamente seguros (Kovganko & Kashkan, 1991)
e passíveis de uso agrícola extensivo.
Mesmo após
cerca de vinte anos do isolamento do brassinolídeo (1) e dos demais
brassinosteróides naturais, continuam a ocorrer esforços no sentido de
isolá-los de outras espécies vegetais, de aprimorar métodos biológicos e
físico-químicos para sua detecção, na elucidação de sua biossíntese e
metabolismo e na prospecção de sua atividade biológica e uso agrícola.
A
exploração da atividade fisiológica dos brassinosteróides (Sasse, 1997), a
compreensão dos mecanismos moleculares de sua atividade (Clouse, 1997) e a
síntese de brassinosteróides naturais e artificiais (Back et
al., 1997) são outras áreas de intensa atividade cuja associação em breve permitirá
um uso extensivo destas substâncias na agricultura, tendo em vista as suas
características peculiares de potenciar o crescimento vegetal, promover
acréscimos nos rendimentos de colheita, aumentar a resistência a doenças e
estresses ambientais e de serem reguladores de crescimento vegetal
ecologicamente seguros.
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